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Brèves[Record]

  • Jean-Claude Ameisen,
  • Raymond Ardaillou,
  • Armand Bensussan,
  • Christian Schmitt,
  • Pascale Borensztein,
  • Hervé Chneiweiss,
  • Christian F. Deschepper,
  • Alain Ehrenberg,
  • Jacques Epelbaum,
  • Évelyne Ferrary,
  • Pascal Ferré,
  • Gérard Friedlander,
  • Thierry Galli,
  • Hélène Gilgenkrantz,
  • Simone Gilgenkrantz,
  • Richard Hamelin,
  • Stéphane Hatem,
  • Dominique Labie,
  • Fanny Lanternier,
  • Olivier Lortholary,
  • Anne-Marie Moulin and
  • Lucie Parent

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  • Les brèves de ce numéro ont été préparées par
    Jean-Claude Ameisen
    EMI-U.9922, Hôpital Bichat, Inserm-Université Paris VII, 46, rue Henri Huchard, 75877 Paris Cedex 18, France.

  • Raymond Ardaillou
    Inserm U.489, Hôpital Tenon, 4, rue de la Chine, 75970 Paris Cedex 20, France.

  • Armand Bensussan
    Inserm U.448, Faculté de Médecine, 8, rue du Général Sarrail, 94010 Créteil, France.

  • Christian Schmitt
    Inserm U.448, Faculté de Médecine, 8, rue du Général Sarrail, 94010 Créteil, France.

  • Pascale Borensztein
    GIS-Institut des Maladies rares, Hôpital Broussais, 102, rue Didot, 75014 Paris, France.

  • Hervé Chneiweiss
    Inserm U.114, Collège de France, 11, place Marcellin Berthelot, 75231 Paris Cedex 05, France.

  • Christian F. Deschepper
    IRCM, 110, avenue des Pins Ouest, H2W 1R7 Montréal, Québec, Canada.

  • Alain Ehrenberg
    Cesames (Centre de recherche psychotropes, santé mentale, société), FRE 2321, Cnrs-Université René Descartes Paris V, Iresco, 59-61, rue Pouchet, 75849 Paris Cedex 17, France.

  • Jacques Epelbaum
    IFR Broca-Sainte-Anne sur les affections du système nerveux central, Inserm U.549, 2ter, rue d’Alésia, 75014 Paris, France.

  • Évelyne Ferrary
    Inserm EMI-U.0112, Faculté Xavier Bichat, 16, rue Henri Huchard, 75870 Paris Cedex 18, France.

  • Pascal Ferré
    Inserm U.465, Institut Biomédical des Cordeliers, 15, rue de l'École de Médecine, 75006 Paris, France.

  • Gérard Friedlander
    Faculté de médecine Necker, 156, rue de Vaugirard, 75730 Paris Cedex 15, France.

  • Thierry Galli
    Inserm U.536, Centre de recherche Inserm, 17, rue du Fer à Moulin, 75005 Paris, France.

  • Hélène Gilgenkrantz
    Institut Cochin, Département de génétique, développement et pathologie moléculaires, Inserm U.567 - UMR 8104 Cnrs, 24, rue du Faubourg ‑Saint-Jacques, 75014 Paris, France.

  • Simone Gilgenkrantz
    9, rue Basse, 54330 Clerey-sur-Brenon, France.

  • Richard Hamelin
    CEPH-Inserm U.434, 27, rue Juliette Dodu, 75010 Paris, France.

  • Stéphane Hatem
    Inserm U.621, Faculté de Médecine Pitié-Salpêtrière, 91, boulevard de l’Hôpital, 75013 Paris, France.

  • Dominique Labie
    Institut Cochin, Département de génétique, développement et pathologie moléculaires, Inserm U.567, 24, rue du Faubourg Saint-Jacques, 75014 Paris, France.

  • Fanny Lanternier
    Service des maladies infectieuses, CHU Necker, 149, rue de Sèvres, 75015 Paris, France.

  • Olivier Lortholary
    Service des maladies infectieuses, CHU Necker, 149, rue de Sèvres, 75015 Paris, France.

  • Anne-Marie Moulin
    IRD, Département société et santé, 213, rue Lafayette, 75010 Paris, France.

  • Lucie Parent
    Département de Physiologie, Université de Montréal, 2960, chemin de la Tour, H3C 3J7 Montréal, Québec, Canada.

Comme d’autres bactéries, le vibrion cholérique (Vibrio cholerae) - qui est un organisme aquatique - doit pouvoir survivre aussi bien dans son hôte que dans un milieu extérieur, donc coloniser des surfaces abiotiques de la même façon que les cellules intestinales. En 2005, un groupe italien d’Ancône a montré que la protection contre le stress environnemental serait due à l’attachement de V. cholerae à la chitine du plancton et de petits crustacés, tels que les copépodes [1]. Le mécanisme de la colonisation intestinale a fait l’objet de diverses hypothèses. In vitro on avait montré que la membrane de V. cholerae s’attache à la N-acétyl-glucosamine (GlcNAc) de la chitine, qui représente pour la bactérie une source de carbone, d’azote et d’énergie [2]. Or GlcNAc entre aussi dans la structure en hydrates de carbone des cellules animales. D’où l’hypothèse que le même ligand serait utilisé dans l’environnement aquatique et dans l’intestin, cela pouvant expliquer la transmission de V. cholerae aux humains à partir d’eaux contaminées ou de nourriture insuffisamment cuite. Pour la démontrer, les auteurs ont étudié l’attachement d’une souche témoin CD81 et celui de divers mutants à la chitine du plancton, à des copépodes, et à une lignée 407 de cellules intestinales. Puis par ajout de GlcNAc, ils ont montré que cette adhérence est due à une protéine de 53 kDa, qui modifie l’hydrophobicité et qui est absente chez certains mutants. Cette protéine se présentait donc comme un bon candidat à la fixation sur des récepteurs contenant GlcNAc présents et dans l’eau, et chez l’hôte humain. Un groupe américain (Dartmouth Medical School,New Hampshire, USA) vient d’apporter encore plus de précisions [3]. En criblant différents mutants dont l’attachement était déficient, ils ont caractérisé la perte de fonction d’un flagelle, une sensibilité anormale au Triton, et l’insertion d’un transposon. Il s’agissait donc d’un défaut d’une protéine à fonction chitinase (VCA0811). Le gène a été isolé et appelé gbpa (GlcNAc-binding protein A). De la délétion de ce gène (ΔgbpA), résulte un mutant dont la fixation sur des cellules épithéliales est déficitaire à 50 %. La protéine Gbpa se fixe directement sur GlcNAc de la chitine, et sans doute de la même façon sur les glycoprotéines des cellules intestinales. La délétion ΔgbpA est spécifique, et n’affecte aucune autre protéine de surface. Les résultats ont pu être contrôlés en microscopie fluorescente. Sur un modèle murin, on a montré que le défaut d’attachement correspond à une virulence atténuée, la dose létale (LD50) étant environ 10 fois moindre. Enfin, les auteurs ont voulu préciser la localisation subcellulaire de Gbpa. Elle est retrouvée majoritairement dans le surnageant des cultures. Il s’agit donc d’une protéine sécrétée, faisant sans doute partie de la toxine cholérique. L’hypothèse formulée est qu’il existerait deux formes de Gbpa, l’une sécrétée, l’autre associée à la paroi bactérienne. La forme sécrétée majoritaire réserverait à d’autres V. cholerae la possibilité ultérieure de venir se fixer à la cellule. La voie de signalisation Wnt (Wingless chez la drosophile) est une voie de transduction incontournable que ce soit au cours du développement embryonnaire, dans le maintien de l’état « souche » de certaines cellules ou dans certains processus oncogéniques. Le signal Wnt est relayé par deux récepteurs membranaires Frizzled et LRP6 (low density lipoprotein receptor-related protein). Rappelons qu’en l’absence de signal Wnt, la β-caténine est phosphorylée par la protéine kinase GSK3β dans un complexe associant l’axine et la protéine APC. Une fois phosphorylée, la β-caténine est dégradée par la voie du protéasome. A contrario, la fixation du ligand Wnt à ses récepteurs conduit à l’accumulation cytoplasmique …

Appendices