Le fibrinogène est le facteur de coagulation le plus abondant dans le plasma (2-4 g/l). Après sa conversion en fibrine sous l’action de la thrombine, il joue un rôle primordial dans le processus de coagulation puisqu’il constitue la base du caillot sanguin et permet l’agrégation plaquettaire. La molécule, principalement synthétisée par les hépatocytes, est un hexamère constitué de deux copies de trois chaînes polypeptidiques, Aα, Bβ et γ (Figure 1A), chacune codée par un gène distinct, FGA, FGB et FGG, respectivement. Les trois gènes se situent dans une région d’approximativement 50 kb sur le chromosome 4 (Figure 1). L’assemblage des chaînes se déroule de manière séquentielle dans le réticulum endoplasmique, avec la formation de complexes intermédiaires (Aαγ) ou (Bβγ), l’ajout d’une troisième chaîne (Bβ ou Aα, respectivement), et la dimérisation des trimères pour former l’hexamère (AαBβγ)2. Celui-ci est ensuite transporté vers l’appareil de Golgi où il subit de nombreuses modifications post-traductionnelles, telles que phosphorylation, hydroxylation, etc. Les chaînes Bβ et γ présentent à leur extrémité carboxy-terminale un domaine globulaire homologue (βC et γC, respectivement), conservé dans diverses protéines (telles que les angioprotéines) chez plusieurs espèces animales. Ces domaines homologues, composés d’environ 250 acides aminés, sont connus sous le nom de FReD (fibrinogen-related domain). L’afibrinogénémie congénitale (OMIM 202400) est une maladie rare à transmission autosomique récessive. Elle est due à l’absence de fibrinogène dans le plasma et est caractérisée par diverses manifestations hémorragiques ou parfois, de manière paradoxale, thrombotiques. Si la première description de la maladie remonte à 1920 [1], ce n’est que récemment, en 1999, que la première mutation responsable du déficit a été identifiée à Genève dans notre laboratoire : il s’agissait d’une délétion de 11 kb éliminant la quasi-totalité du gène FGA [2]. Depuis lors, plus de 40 mutations, toutes localisées dans l’un des trois gènes du locus codant pour le fibrinogène (Figure 1), ont été décrites. Elles se trouvent soit à l’état homozygote ou hétérozygote composite chez des patients afibrinogénémiques, soit sous forme hétérozygote chez des patients hypofibrinogénémiques (présentant une concentration réduite de fibrinogène plasmatique). Nous pouvons prédire que la majorité de ces derniers seraient très probablement afibrinogénémiques dans le cas où la mutation se trouverait sous forme homozygote, car la forme variante n’est pas détectée dans le plasma dans la plupart des cas. Ainsi, afibrinogénémie et hypofibrinogénémie ne se distingueraient l’une de l’autre au niveau moléculaire que par le niveau d’expression du fibrinogène résultant de l’état allélique du variant. La majorité des mutations sont de type nulle (non-sens, délétions, erreurs d’épissage, micro-insertions, micro-délétions). À ce jour, 14 mutations faux-sens ont été recensées, 8 dans FGG et 6 dans FGB. Parmi elles, sept substitutions ont été étudiées dans un modèle cellulaire in vitro : une mutation (C179R dans FGG) entrave l’assemblage des chaînes polypeptidiques, tandis que les six autres (L383R, G430D, G444S, W467G dans FGB ; W253C et G310R dans FGG) inhibent spécifiquement la sécrétion de l’hexamère correctement assemblé [3-8]. Par ailleurs, deux mutations non-sens (W467X et W470X) tronquant la chaîne Bβ de 25 et 22 acides aminés respectivement (sur un total de 491 résidus), ont été décrites comme bloquant également la sécrétion de la protéine [9, 10]. En résumé, 6 des 8 mutations entravant la sécrétion du fibrinogène sont localisées dans la chaîne Bβ, et plus particulièrement dans son domaine globulaire βC. Notre récente étude [10] s’est portée sur le rôle joué par la chaîne Bβ et son domaine βC dans le processus de sécrétion du fibrinogène. Nous avons tout d’abord démontré, à l’aide d’un modèle cellulaire (fibroblastes Cos-7 co-transfectés) et en analysant des …
Appendices
Références
- 1. Rabe F, Salomon E. Ueber-faserstoffmangel im Blute bei einem Falle von Hämophilie. Arch Intern Med 1920 ; 95 : 2-14.
- 2. Neerman-Arbez M, Honsberger A, Antonarakis SE, etal. Deletion of the fibrinogen alpha-chain gene (FGA) causes congenital afibrinogenemia. J Clin Invest 1999 ; 103 : 215-8.
- 3. Terasawa F, Fujita K, Okumura N. Residue gamma153Cys is essential for the formation of the complexes Aalphagamma and Bbetagamma, assembly intermediates for the AalphaBbetagamma complex and intact fibrinogen. Clin Chim Acta2005 ; 353 : 157-64.
- 4. Duga S, Asselta R, Santagostino E, et al. Missense mutations in the human beta fibrinogen gene cause congenital afibrinogenemia by impairing fibrinogen secretion. Blood 2000 ; 95 : 1336-41.
- 5. Vu D, Bolton-Maggs PH, Parr JR, et al. Congenital afibrinogenemia : identification and expression of a missense mutation in FGB impairing fibrinogen secretion. Blood 2003 ; 102 : 4413-5.
- 6. Spena S, Asselta R, Duga S, etal. Congenital afibrinogenemia : intracellular retention of fibrinogen due to a novel W437G mutation in the fibrinogen Bbeta-chain gene. Biochim Biophys Acta 2003 ; 1639 : 87-94.
- 7. Vu D, de Moerloose P, Batorova A, etal. Hypofibrinogenemia due to a novel FGG missense mutation (W253C) in the gamma-chain globular domain impairing fibrinogen secretion. J Med Genet 2005 ; 42 : e57.
- 8. Duga S, Braidotti P, Asselta R, et al. Liver histology of an afibrinogenemic patient with the Bbeta-L353R mutation showing no evidence of hepatic endoplasmic reticulum storage disease (ERSD) : comparative study in COS-1 cells of the intracellular processing of the Bbeta-L353R fibrinogen versus the ERSD-associated gamma-G284R mutant. J Thromb Haemost 2005 ; 3 : 724-32.
- 9. Neerman-Arbez M, Vu D, Abu-Libdeh B, et al. Prenatal diagnosis for congenital afibrinogenemia caused by a novel nonsense mutation in the FGB gene in a Palestinian family. Blood 2003 ; 101 : 3492-4.
- 10. Vu D, Di Sanza C, Caille D, etal. Quality control of fibrinogen secretion in the molecular pathogenesis of congenital afibrinogenemia. Hum Mol Genet 2005 ; 14 : 3271-80.
- 11. Welch, WJ. Role of quality control pathways in human diseases involving protein misfolding. Semin Cell Dev Biol 2004 ; 15 : 31-8.
- 12. Yang Z, Kollman JM, Pandi L, Doolittle RF. Crystal structure of native chicken fibrinogen at 2.7 A resolution. Biochemistry 2001 ; 40 : 12515-23.